wenas Charles Tate Regan -The Antartic fishes of the Scottish National Atanrtic Expedition Abrir -British Antartic ("Terra Nova") Expedition, 1910 Abrir -British Freshwater Fishes Abrir -Guide to the British Freshwater Exhibited in the department of zoology, British Museum (natural History) Abrir -British Antartic ("Terra Nova") Expedition, 1910, Larval and post-larval Fishes Abrir -A Monograph of the Fishes of the Family Loricariidae Abrir -The Percy sladen trust Expedition of the Indian Ocean, 1905 Abrir -The Nile (Henri J. Dumont) Abrir -An account of the fishes found in the river Gangesh and its branches (Francis Hailton) Abrir Dr Albert Günther -Catalogue of the Acanthopterygian fishes in the collection of the british collection. Vol I Abrir -Catalogue of the Acanthopterygian fishes in the collection of the british collection. Vol II Abrir Charles Darwin -Viaje de un naturista alrededor del mundo Abrir -Darwins Fishes, an encyclopedia of Ichtiology, ecology and evolution (por Daniel Pauly) Abrir Lorenz E. Konrad -El anillo del Rey Salomón (hablaba con las bestias, los peces y los pájaros)Abrir -Citas célebres Abrir Libros sobre enfermedades y cuidados básicos Enfermedades -Bacterial fish pathogens (Brian Austin & Dawn Austin) Abrir Cuidados y mantenimiento -Cómo cuidar a sus peces ornamentales de manera sana Abrir -Aquarium setup and maintainence (Dr Ruth Francis-Floyd, Dr Allen Rigs & Dr Roy Yanong; University of Florida) Abrir -Freshwater aquariums for dummies (Maddy Hargrove & Mic Hargrove) Abrir -Principios de nutrición aplicados al cultivo de peces Abrir -Alimentación de peces ornamentales según el ejemplo de la naturaleza Abrir Guías de peces y Libros de acuicultura -The complete aquarium Guide Abrir -Peru´s Ornamental Fish Abrir -El Acuario, un rincón de naturaleza viva en vuestra casa Abrir -Breve ficha ilustrada de peces ornamentales (Department of Fisheries Biology, University of Ruhuna, Matara, Sri Lanka) Abrir -Migration of freshwater fishes (Martyn C. Lucas, Etienne Baras, Timothy J. Thom, Annie Duncan, Ondrej Slavík) Abrir -Fishes of the World (Joseph S. Nelson) Abrir Mekong River Commission -Mekong Development series Nº 1 Abrir -Mekong Development series Nº 3 Abrir -Mekong Development series Nº 4 Abrir -Mekong Fisheries Management Recommendation Nº 1 Abrir -Mekong Fisheries Management Recommendation Nº 2 Abrir -Mekong Fisheries Management Recommendation Nº 3 Abrir -Mekong Fisheries Management Recommendation Nº 4 Abrir -Mekong Fisheries Management Recommendation Nº 5 Abrir -Mekong Fisheries Management Recommendation Nº 6 Abrir -MRC Technical Paper Nº 1 Abrir -MRC Technical Paper Nº 2 Abrir -MRC Technical Paper Nº 3 Abrir -MRC Technical Paper Nº 4 Abrir -MRC Technical Paper Nº 5 Abrir -MRC Technical Paper Nº 6 Abrir -MRC Technical Paper Nº 7 Abrir -MRC Technical Paper Nº 8 Abrir -MRC Technical Paper Nº 9 Abrir -MRC Technical Paper Nº 10 Abrir -MRC Technical Paper Nº 11 Abrir -MRC Technical Paper Nº 12 Abrir -MRC Technical Paper Nº 13 Abrir -MRC Technical Paper Nº 14 Abrir -MRC Technical Paper Nº 15 Abrir -MRC Technical Paper Nº 16 Abrir -MRC Technical Paper Nº 17 Abrir -MRC Technical Paper Nº 18 Abrir -MRC Technical Paper Nº 19 Abrir -MRC Technical Paper Nº 20 Abrir -MRC Technical Paper Nº 21 Abrir -MRC Technical Paper Nº 22 Abrir -MRC Technical Paper Nº 23 Abrir -An introduction to the Mekong fisheries of Thailand Abrir -First contact in the Greater Mekong Abrir -MRC Paper Nº 18, Surveys of native freshwater fishes in Surin province, Thailand Abrir
He creado una biblioteca de documentación con libros de consulta disponibles en sitios publicos como museos, universidades, asociaciones, sribd.com, google.com, ...
Son libros de consulta, escaneados y publicados para la documentación de aficionados y profesionales.
No son sólo libros sobre Bettas, si bien hay bastante material relacionado.
La biblioteca la forman libros de ictiología, taxonomía, enfermedades, cuidados, mantenimiento, zoología en general, acuicultura, guías de introducción, agua dulce, marino, guías de peces, autores clásicos, Charles Tate Regan, Lorenz E. Konrad, Smith, Tan, NG, Kottelat, Ghünter, Herrer, Darwin,...
Espero que esta pequeña aportación sirva a muchos compañeros para sus estudios o la satisfaccción de su curiosidad.
Iré actualizando el contenido a medida que vayan llegando más libros; avisaré por esta entrada del blog.
Tened paciencia, son cerca de un centenar de documentos y he de ir montando la biblioteca, además de subir archivos al hosting de manera ordenada, así que la abro con algo más de 50 para seguir actualizando según los suba.
salu2
Autores clásicos y obras ictiológicas de interés
domingo, 23 de agosto de 2009
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Biblioteca |
sábado, 8 de agosto de 2009
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El Laberinto de tu Betta y la tapa del acuario |
La creación de un ambiente húmedo en exceso para el desarrollo del laberinto, así como el periodo en el cual hemos de hacerlo forman parte de un tema considerado como básico, en el cuidado de nuestros Bettas y especialmente en el cuidado de los alevines; es bastante frecuente encontrar compañeros en los foros de acuariofilia ante la tesitura de cómo afrontar el desarrollo del laberinto y cómo preparar el acuario para ello.
Para tratar de mantener este tema siempre disponible (en la medida de lo posible), evitando la repetición infinita de los pasos a seguir (por parte de colaboradores, moderadores y usuarios activos, la principal fuente de ayuda del usuario en apuros), a continuación expongo los detalles de toda esta etapa, fundamental para la salud de nuestros Bettas (obviar el desarrollo del laberinto es condenar a tus Bettas a una breve vida indigna y una muerte agónica).
1. Material básico para afrontar el desarrollo del laberinto
El material enumerado puede variarse en función de preferencias que no influyan en la efectividad del elemento en cuestión y su rendimiento en el método, es decir, podemos alternar un calentador de 75w por 1 de 50w si el volumen de agua en el acuario nos permite hacerlo sin perder la temperatura que deseamos mantener, o el material de la tapa empleada puede ir en función de la disponibilidad o el gasto del mismo,…
Acuario: Volumen recomendado; entre 20 y 60 litros (en función de la cantidad de alevines); material recomendado: cristal doble (es el mejor material para observar el interior, además de asilar la temperatura y humedad del exterior); Ubicación recomendada: Por encima de 1 metro de altura, siempre por debajo de nuestra vista.
Calentador: Potencia recomendada: 75Watios (aplicado al volumen de acuario recomendado); tipo recomendado: calentador anti-golpes, cuesta el doble, tienen el aspecto de una cajita con cable, mejores a nivel técnico-tecnológico, con lo cual no abra accidentes ante un golpe en el interior del acuario o una caída (lo que implica una mayor vida para el aparato y mayor rentabilidad); Ubicación recomendada: vertical o diagonal.
Filtración: No usaremos filtración alguna, salvo prefiltros de esponja o basados en ese mismo principio, evitando bombas de agua que succiones la puesta.
Termómetro: Emplear termómetros lo más precisos posible, con preferencia por los digitales provistos de sonda, seguidos de los termómetros internos de cristal.
Tapa: Dimensiones: Debe cubrir toda la superficie del acuario y sobrar al menos unos milímetros por cada lado; Material: Preferencia por los materiales aislantes (corcho, poliuretano,…), seguidos de cristal doble.
Plantas: Preferiblemente plantas que atiendan a 3 criterios de peso: aguantan varias semanas con escasa iluminación (en el caso de no usar material transparente para la tapa, la luz entrará por los laterales) y temperaturas medias de 30ºC (durante unas semanas), son flotantes o sumergidas sueltas en el acuario, evitar emergentes (pueden usarse terrestres como el Potos) y, como tercer requisito, ser depuradoras u oxigenadoras del agua.
Compañeros: En esta etapa pueden y deben introducirse compañeros compatibles con la talla de nuestros Bettas (en esta etapa el peligro de que generen conflictos es 0), atendiendo a motivos de calidad del agua, así evitaremos introducir cualquier tipo de pez (ni siquiera alevines de Bettas con diferencia de talla), pudiendo recurrir a caracoles que limpien los residuos sólidos (usar planorbis, no manzanas, pues aun son vulnerables a ser atrapados por un manzana mientras descansan) e invertebrados con capacidad filtradora (particularmente, empleo un centenar de daphnias; funciona bastante bien el sistema de filtrado “natural” creado por el conjunto plantas-planorbis-daphnias).
Agua: Calidad recomendada y cambio de agua: El agua ha de ser nueva, aprovechando la talla en la cual deben tener los alevines, en la etapa que nos concierne, procede un traslado del acuario donde nacieron a otro donde desarrollar el laberinto (o en su defecto, un traslado temporal para hacer un cambio de agua total), de este modo ofreceremos agua en condiciones para afrontar las 3 semanas de duración de esta etapa; Valores recomendados: Agua preferiblemente blanda (entre 3 y 6 de GH), pudiendo llegar a endurecerla (hasta los 16 de GH), Acidez del agua, preferiblemente neutra o ligeramente ácida (6.5-7.5º PH), NO2 y NO3 a 0 (tener en cuenta que en estos acuarios no hay filtración (el filtro de esponja queda excluido de esta catalogación, pues es sólo un prefiltro que atrapa residuos sólidos) ni colonia de bacterias (pues tampoco deberemos tener si quiera sustrato), al menos no debería haberlos para sacar la puesta en condiciones por motivos indirectos); Temperatura preferiblemente entre 28 y 30ºC.
Alimentación: La alimentación elegida es fundamental para el correcto equilibrio durante esta etapa. Tipo de alimentación: Alimento vivo; Tomas diarias; de 3 a 6 tomas diarias; Cantidad de tomas: debe sobrar para estar un rato cazando y tener alimento de sobra.
Decir que surgen dudas sobre si en el proceso de alimentarlos podemos tener problemas al quitar la tapa para alimentarlos. Para alimentarlos si provocar un cambio brusco de ambiente, subimos con tranquilidad un lado de la tapa, sin levantar toda la tapa y los alimentamos con normalidad. Una vez concluida la alimentación, tapamos bien y listo.
2. Precedentes
El desarrollo del laberinto es un proceso delicado, influye al 100% en la salud de los laberíntidos (en especial en los Bettas por el modo de mantenerlos en cautividad), pues su función representa un pilar en el organismo de estas especies; ante un mal desarrollo del laberinto las consecuencias se repartirán entre diversos órganos vitales del pez, hecho que se evidencia en el notable retraso de crecimiento, llegando a darse casos de enanismo (por problemas de salud, que no por defectos genéticos).
Estamos obligados a considerar la vertiginosa diferencia entre el “clásico retraso de crecimiento” (generalmente originado por una mala alimentación, mala calidad de agua, poco ejercicio y/o temperaturas bajas) y el retraso de crecimiento originado por problemas en el laberinto.
Para empezar, el primero (retraso clásico de crecimiento) es recuperable en el 90% de los casos, mientras el retraso de crecimiento por complicaciones en el laberinto es irrecuperable pasados los 35-45 días de vida.
En segunda instancia, el retraso “clásico” se soluciona invirtiendo la magnitud de los errores con tiempo para actuar (buena alimentación, abundante y frecuente; buena calidad de agua; temperaturas entre 27 y 28ºC y ejercicio regular), en el caso de retraso por no concluir el desarrollo del laberinto tenemos un tiempo limitado, que cuanto más sea más dificulta la recuperación y más posibilita la aparición de secuelas o daños irreversibles.
Finalmente, destacar que el riesgo de mortalidad por retraso en el crecimiento (clásico) es bajísimo, en torno al 5% o inferior; sin embrago, el riesgo de mortalidad por no desarrollar el laberinto supone una condena a muerte para el 100% de los afectados que no recuperemos a tiempo.
3. Step by step
A continuación, enumeraré paso a paso cómo preparo el desarrollo del laberinto de mis Bettas:
1)A los 14 días de vida, aproximadamente, llega el momento de facilitar el desarrollo del laberinto. El primer paso, proporcionarles agua nueva; para ello, suelo emplear una de estas 2 alternativas, para hacerlo con seguridad:
a)Preparar 1 acuario con agua nueva, con el agua en iguales condiciones que la del acuario de los alevines (temperatura, ph y gh (sin cloro)). Una vez lo tenemos preparado, trasladamos a toda la puesta al acuario nuevo, empleando una malla o red.
b)Preparar 1 cubo con agua en iguales condiciones que la del acuario de los alevines, trasladamos la puesta al cubo y procedemos a limpiar el acuario de los alevines (cambio total de agua y limpieza a fondo); una vez que tenemos el acuario de los alevines listo, aseguramos que las condiciones del agua sean iguales a las del cubo, para luego trasladar de nuevo a la puesta al acuario.
2)Asegurando la buena calidad del agua,mientras desarrollan el laberinto; suelo colocar algunos esquejes de potos y riccia, así como al menos una decena de caracoles planorbis y un centenar de daphnias. Así, mantengo una buena calidad del agua, proporciono alimento eventual y mantengo el fondo limpio de residuos sólidos (que si siguen descomponiéndose en el acuraio contaminan más el agua). Las daphnias ejercen una doble función, filtradora y generadora de alimento eventual.
3)Para facilitar la creación de un ambiente ideal, subo la temperatura del agua a 30ºC.
4)Coloco la tapa del acuario; generalmente la empleo de corcho para potenciar el aislamiento del interior del acuario del medio externo.
5)Para terminar de aislar el ambiente de dentro del acuario del ambiente externo, coloco paños de algodón sobre la tapa, doblando el sobrante hacia el interior del acuario (entre la tapa y el borde superior de los cristales del acuario); de este modo, evitamos la pérdida de calor y humedad, pero dejamos que se renueve el aire.
6)En caso de necesitarlo, podemos recurrir a un trozo de cinta adhesiva o aislante, para sellar un lado del acuario (generalmente el frente, por ser la parte que moveremos para darles de comer); evitar sellar todo el acuario o mas de 2 lados con cinta, pues no permite el paso del aire y, por tanto, impide la renovación del aire en el acuario.
7)La prueba del algodón es ver las gotas de humedad en los cristales del acuario, en la parte que emerge sobre el nivel del agua; ese es el indicativo de que el ambiente es el correcto para el desarrollo del laberinto.
8)A la hora de alimentarlos, miedos fuera, levantamos el frontal un poco, introducimos la comida y volvemos a cerrar, asegurándonos de que esté bien cerrado para no perder el ambiente creado. LEVANTAR LA TAPA POR UN LADO, DURANTE EL TIEMPO DE ALIMENTACIÓN DE LOS ALEVINES (SIN RETIRAR LA TAPA COMPLETA, SOLO LEVANTAR UN POCO POR EL FRENTE), NO CREA ESTRAGOS EN LA PUESTA NI ROMPE EL MEDIO CREADO, SÓLO EJERCE UNA LIGERA BAJADA DE TEMPERATURA (DÉCIMAS DE GRADO POR MINUTO).
9)Llegados a los 37-45 días de vida, procedemos a deshacer el ambiente creado, para ello actuamos paso a paso con prudencia.
10)Apagar el calentador y retirarlo.
11)Retirar los paños y cinta de la tapa del acuario.
12)Pasadas unas horas, rodar un poco la tapa y dejar una abertura de varios centímetros de ancho, también podemos levantar la tapa por un lado unos centímetros en lugar de rodarla. La idea es facilitar la homogeneización del ambiente interno del acuario al exterior del mismo.
13)Al día siguiente podemos proceder a trasladarlos a acuarios mayores, hacer cribas o lo que proceda, en función de los intereses de cada uno.
sábado, 11 de julio de 2009
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Diformismo sexual en el Betta |
Esta entrada es producto de una respuesta que elabore hace tiempo para un compañero en portal pez, aprovecho para replicarla aquí por su utilidad y la demanda de la información contenida por parte de usuarios de otros foros...
Para diferenciar un macho de una hembra, puedes tener varias cosas en cuenta:
-el ovopositor(el punto blanco entre la base de las aletas pelvicas) es caracteristico de las hembras, pero a veces hay machos que muestran el espermiducto y se puede confundir con una hembra.
-las famosas rayas de reproducción, son rayas oscuras verticales que le salen a la hembra en el momento de estar incitada a la reproduccion, pero tiene varias pegas: 1) no todas las lineas de color muestram las famosas rayas de reproduccion (vease por ejemplo algunas lineas de blanco, amarillo,...), 2) algunos colores compuestos (sobre todo si estan sin establecer la linea) quedan sind efinir durante los primeros meses (el pez tiene un color difuso y varias rayas oscuras horizontales, como las de reproduccion) 3)solo muestran las rayas si estan incitadas a la reproduccion
-las aletas de los machos tienen mayor volumen y en ocasiones mejor colorido (esto pasa en muchos colores compuestos)
-la boca de los Bettas es caracteristica, pero los machos difieren de las hembras en un rasgo basico, estos tienen la parte inferior de la mandibula proyectada hacia arriba, lo que les pone el labio inferior casi a igual altura que el superior (las hembras tienen la mandibula pronunciada tipica del betta pero no proyectan la parte inferior de esta hacia arriba.
-los machos tienen otro rasgo caracteristico (mas pronunciado en lineas plakat, halfmoon-plakat , ...) que es una especie de joroba que se perfila en el trazo que va desde la parte delantera de la aleta dorsal y la cabeza; siguiendo el trazo competo, desde la dorsal hasta la boca el trazo es similar a una "S" acostada. por el contrario, las hembras no suelen trazar esa joroba sino que la curvatura trazada desde la dorsal a la cabeza es tan leve que apena tendra unos grados de diferencia respecto a una recta.
hembra (no es muy grande pero marca el trazo)
macho (Se aprecia la diferencia de los trazos)
miércoles, 10 de junio de 2009
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Incitación |
Este artículo está dirigido a explicar diversas técnicas de incitación con las cuales se puede solventar, generalmente, ese tedioso problema que en ocasiones estropea los cruces programados, me refiero a esas veces en las cuales nuestros ejemplares no está preparados para la reproducción, por causas distintas de la edad o la madurez sexual del ejemplar.
Las técnicas descritas a continuación no deben tomarse como un método efectivo al 100% pues eso no es posible, pero sí son técnicas que darán un porcentaje de éxito bastante alto frente a situaciones perdidas de antemano.
Antes de entrar en materia, se hace necesario introducir los principales motivos para que un ejemplar no esté por la labor de reproducirse. Lo primero que hay que destacar es el fin del desarrollo sexual a nivel biológico (llegado el mes de vida si no hay retrasos de crecimiento) que marca la capacidad física del pez para la reproducción pero en una etapa de inmadurez sexual.
Llegados al tercer mes de vida, si el desarrollo físico no ha entrado en retrasos, encontramos que la madurez del pez es suficiente para la reproducción pero no tenemos la talla óptima para el cruce en condiciones. La talla óptima para el cruce es de 4-5 cm de pez, en vistas a obtener los ejemplares con una buena constitución física, lo que no quiere decir que no puedan cruzarse antes, aunque sí que no se debe para obtener el mejor resultado. La conclusión de la etapa de desarrollo sexual va ligada al desarrollo físico del pez, así pues, la conclusión de dicha etapa debe darse entre el 5º y 6º mes de vida (según algunos ictiólogos, esta plenitud se concluye a los 9 meses de vida aunque no entran demasiado en detalles, a propósito de la diferencia de criterios, posiblemente sea un dato basado influenciado por la inclusión de algún nuevo dato al estudio (como la definición o formación del carácter del individuo) o por errores en la media facilitados por ser estudios independientes entre sí que se basan en distintos ejemplares y de distintas características o que hayan primado otros criterios de estudio).
Es importante destacar que el exceso de madurez en el pez, o en otras palabras, el momento en que nuestros Bettas empiezan a comportarse como insociables reacios a las reproducciones y poco propensos a la convivencia, suele llegar a los 2 años de edad del ejemplar pero suele ser un comportamiento asociado a las hembras (los machos suelen tener un comportamiento más tranquilo en la última etapa, lo que no implica la desaparición de agresividad o conflictos con otros peces, sino un comportamiento menos activo aunque no reacio a la reproducción).
La diferencia de tallas entre ejemplares es a veces muy determinante, en especial hay que tener en cuenta que a mayor diferencia de talla mayor dificultad para el cruce, si bien no quiere decir que no se puedan hacer cruces entre Bettas de diferentes tallas; no confundir con el cálculo sobre el sex ratio publicado por el dr. Gene Lucas, en el cual se nos revela la incidencia sobre el sex ratio (el índice de machos y hembras de cada puesta) al combinar ejemplares jóvenes y viejos, pues ello no implica cruces entre ejemplares de talla adulta y juveniles de 2 meses...este ensayo refiere a la edad y no la talla, por lo que no hay que cometer la imprudencia de intentar cruzar un adulto con un ejemplar con un recién sexado.
Existen diversos métodos de incitación de ejemplares, generalmente basados en los instintos, aunque podemos recurrir a la química y la bioquímica para ello o para complementarlo potenciando la incitación. En lugar de simplificar los distintos métodos y su principio básico (instinto, química, bioquímica o combinaciones de los anteriores), trataré de explicar el método básico que empleo para ello y los principios que lo rigen; a continuación, introduciré diversas técnicas de refuerzo en la incitación, que desde mi punto de vista, sólo han de aplicarse tras el fracaso de la técnica básica, pues esta última es más efectiva y contempla los pasos previos al cruce de Bettas con seguridad.
Preparativos para la puesta
Lo primero es asegurar los preparativos mínimos para cada puesta; acuario con altura de agua máxima de 18-20 cm, temperatura cálida (prefiero temperaturas altas por su incidencia en el sex ratio), muchas plantas o esquejes (prefiero esquejes de Potos), nada de sustrato ni filtración, agua limpia, sin compañero ninguno, sea pez o invertebrado, iluminación para el acuario y un asistente para la puesta (antes usaba el vaso Isopor, pero desde hace un tiempo empleo bandejas de corcho (como las que traen los productos de charcutería o carnicería) por sus dimensiones mayores), alimentos a emplear para criar a la puesta, tratamientos para recuperar las aletas (hobby Ektozon es el cicatrizante por excelencia),...
Técnica básica para incitar reproductores y facilitar el cruce con seguridad
-la técnica básica, la primera a ejecutar es, mostrarle a la hembra, bien poniéndola en el mismo acuario protegida por un separador o bien alojándola en un bote transparente y el bote en el acuario del macho.
-si no responde al estimulo de ver a la hembra que tienes elegida para el, mete otras hembras en otros botes y para el acuario del macho también.
-si continua sin hacer nido, saca todos los botes menos el de la hembra a reproducir, prepara 1 bote nuevo y mete un macho dentro, el bote para el acuario junto al de la hembra (a veces solo les hace falta rivalizar con otro macho)
-si así no te funciona, saca el bote del macho incitador, mete al reproductor en un bote, el bote dentro del acuario, suelta a otro macho dentro del acuario y pon los botes juntos
-si aun así no hace nido, llega el momento de dejar que el macho incitador le de unos golpes a la hembra a reproducir ante la mirada del macho a reproducir, luego retiras al macho incitador, metes la hembra en un bote y sueltas al macho a reproducir Debes tener en cuenta que tras aplicar cada técnica al menos 30 minutos, debes retirar cualquier macho o hembra suelta en el acuario y dejar suelto al macho a reproducir, así será mas fácil que empiece a hacer nidos, es decir, aplicas la técnica y luego lo dejas como al principio, macho suelto y hembra en bote dentro del acuario. Algunos añadidos para incitarlo son soluciones extra como usar hojas de Terminalita o vitaminas como Sera Fishtamin. Es importante que tenga la temperatura al menos a 27-28°C.
Otros recursos en la incitación
Existen multitud de recursos a los cuales recurrir para incitar a nuestros ejemplares, de estos recursos destacaré algunos con cierto grado de efectividad, si bien, lo ideal es emplearlos en caso de fallar la técnica antes descrita, pues dicha técnica es más efectiva.
1) Monzón artificial: Recurrimos a recrear condiciones de temperatura características de los Monzones, con repentinas bajadas de temperatura que habrán de hacerse con austeridad, es decir, no hay que excederse con las bajadas de temperatura, su duración o intensidad.
Con la temperatura del acuario a unos 30-32AC, acuario de un volumen aproximado de 20-30 litros, añadimos 2-3 litros de agua de la llave (si estamos en invierno emplear agua a una temperatura más acorde al ejercicio, 21-22AC como muy baja.Podemos emplear una regadera de jardinería para difuminar el agua vertida y agitar levemente la superficie del acuario con la oxigenación creada al caer el agua difuminada.No aplicar esta técnica más de 3 veces en un mismo día y nunca antes de 2 horas tras la recuperación de la temperatura inicial en el interior del acuario.
2) Estimulación hormonal natural: Cuando nuestros Bettas se incitan, segregan hormonas que le “identifican” frente a otros ejemplares, hormonas que además sirven para incitar al sexo opuesto (las herramientas de la naturaleza). Es posible emplear estas hormonas segregadas para incitar al reproductor deseado por el criador.
Su recolecta y distribución es tan elemental como recoger las burbujas del ejemplar “Incitador” o “Donante de hormonas” con una malla; efectivamente, las burbujas que segregan nuestros Bettas cuando suben a superficie. Una vez recolectada una cantidad suficiente de burbujas del ejemplar “Incitador” con la malla (la típica para capturar a nuestros peces), las depositamos en el recipiente del ejemplar a incitar.
Algunas notas de interés sobre esta técnica:
-Las hormonas actúan como una seña de identidad, para desarrollar un ejercicio práctico donde experimentar el fenómeno:
* Preparar 2 puestas de Bettas a la vez, en diferentes acuarios
* Una vez que ambos ejemplares hayan construido el nido, los retiramos y aislamos del acuario, dejando que vean alguna hembra (deben estar en botes individuales, tanto machos como hembras).
* Ejercicio A: metemos al macho 1 en el acuario 1 (el suyo) pasadas 24 horas, colocamos el bote de la hembra dentro del acuario y dejamos que haga el nido.
* Ejercicio B: metemos al macho 1 en el acuario del macho 2 (o al macho 2 en el acuario 1)(lógicamente no meteremos a los 2 machos juntos, sino que habrá que hacer los 2 ejercicios (A y B) en momentos distintos)
*El resultado probable del ejercicio A es que el macho 1 haga el nido en el mismo lugar donde está el nido que hizo el día anterior, continuando su construcción ( con una efectividad del 80%, es decir en 8 de cada 10 casos el ejemplar continúa construyendo su viejo nido)
*El resultado a esperar con toda probabilidad es que el macho 1, al ser introducido en el acuario del macho 2 (o viceversa), haga su nido en cualquier parte del acuario, por desfavorable que sea o por poco plantada que éste, salvo en el lugar donde se aloja el nido del macho rival o las cercanías de éste.
3) Por último, señalar diversas técnicas a aplicar desde bien jóvenes por parte del criador, en aras de “entrenar” el comportamiento de sus Bettas para convertirlos en “Reproductores”. Igual de importante, tanto para mantenerlos incitados constantemente como para evitar el estrés asociado al confinamiento de poblaciones de machos, diseñar los espacios de aislamiento compartido (betteras múltiples y jaulas) para mantener tanto machos como hembras, dejando que cada ejemplar vea a los que tiene delante, detrás y a los lados, así, alternamos los alojamientos entre machos y hembras, del modo:
M-H-M-H
H-M-H-M
M-H-M-H.
Así, el contacto visual entre machos es menos tenso y el contacto directo con los ejemplares de sexo opuesto ayuda a la continua incitación de todos los Bettas mantenidos bajo este sistema. Además, como decía antes, reduce el riesgo de estrés considerablemente.
domingo, 7 de junio de 2009
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Establecer un Método Científico en tus Estudios |
Si realizas o tienes intención de realizar estudios de comportamiento, genética, taxonomía y biología en general, para obtener un resultado lo más ajustado a la realidad posible se hace imprescindible desarrollar una metodología a seguir, en aras de establecer un Método Científico que certifique la veracidad del resultado de tu estudio.
Finalidad de establecer un Método Científico en tus estudios:
La razón de ser del Método Científico radica en estudiar en fenómeno para revelar su realidad, comprender el entorno en el cuál se desarrolla y desvelar las etapas o funcionamiento del fenómeno estudiado.
Estructura básica de un Método Científico para nuestros estudios acuarófilos:
A continuación, enumeraré los puntos principales e introduciré algunas claves para manejarlos en condiciones óptimas.
1) Observar:
La base de todo estudio gira en torno a la observación, tanto de los precendentes del estudio (las observaciones que nos invitan a elaborar una hipótesis, hipótesis de la que partimos para realizar el estudio) como los hechos que se den en el desarrollo del estudio.
2) Formar una Hipótesis:
La Hipótesis debe ajustarse a la lógica, es decir, desarrollar una hipótesis a través de conclusiones realistas, fruto de los datos recogidos en las observaciones preliminares.
3) Experimentación / Estudio del fenómeno:
Para verificar, descartar o ajustar a la realidad la hipótesis, creando una Teoría veraz, es necesario someter dicha Hipótesis a continuo estudio, abarcando todos los datos influyentes en el fenómeno (Factores Determinantes) y aislando del estudio los datos no relacionados (Factores Inocuos para el estudio por no influir en los resultados del mismo).
4) Recogida de datos:
Este punto es fundamental para el estudio, estableciendo una metodología para facilitar el estudio y asilar Factores Determinantes de Factores Inocuos.
Para ello, se hace obligatorio definir con algo más de profundidad estos dos términos:
a) Factores Determinantes:
Son todos aquellos cuyo valor incide de modo significativo en el resultado final del Estudio y, por tanto, son factores a estudiar en sus diferentes valores válidos (rango de valores que han de ser estudiados por su efecto en el estudio, despreciando los valores que no surtan efecto alguno en el resultado del estudio).
b) Factores Inocuos:
Son aquellos sin influencia alguna para el resultado final del estudio, como sería el factor "color de los peces" para el Estudio "Proliferación de poblaciones de bacterias en el acuario".
Es igualmente importante emplear el tiempo necesario, así como el estudio de sus diferentes valores y su impacto en el resultado del Estudio, para descartar un factor de dicho estudio, etiquetándolo como Factor Inocuo. Asimismo, siempre hay que barajar la posibilidad de que existan factores no contemplados en el Estudio, cuyos diferentes valores influyan en el resultado final del mismo.
Llegados a este punto, estabilizamos todos los Factores Determinantes, dejándolos en equilibrio o en el mínimo, según proceda, formando lo que se conoce como "punto de control", es decir, una referencia de la interactuación de los Factores Determinantes en el fenómeno estudiado.
Para continuar, introduciré un ejemplo simple con el cual iré enlazando ejemplos de los términos que aparezcan, así, partimos del ejemplo de Estudio anterior, "La proliferación de las poblaciones de bacterias en el acuario".
En todo Estudio hemos de contemplar cada Factor Determinante para dicho Estudio; no debemos centrar nuestra atención exclusivamente en la recogida de datos de la evolución de las poblaciones de bacterias y la relación de éstas con las distintas temperaturas, si nuestro Estudio trata de desvelar el origen del fenómeno (la proliferación de bacterias en el acuario) o de confirmar la influencia de la temperatura en dicho fenómeno. Es imprescindible para el buen desarrollo del Estudio considerar todos los Factores Determinantes con influencia directa en el Estudio (por ejemplo, Ph, Gh, Kh, Oxigenación, Química del agua, filtración, sustrato,...).
Ante este planteamiento, destacan 2 métodos de Estudio, es decir, 2 métodos para organizar el experimento:
d) Método Reducido:
Se trata de un experimento menor con cierto grado de eficacia, pues la recogida de datos es precisa pero muy limitada, para reducir el volumen de trabajo y reducir el tiempo de duración del Estudio. Para ello, los Factores Determinantes del Estudio considerados ajenos al interés principal del experimento (por ejemplo, GH, KH, filtro, sustrato, ph,...) se mantendrán con un valor fijo a través del experimento, tratando de fijarlos en un valor que los deje en equilibrio si procede (por ejemplo, Ph=7º, sin filtración, sin sustrato,...). Para equilibrar la temperatura (desaconsejable, pues suele influir en todos los fenómenos que se dan en el acuario y por tanto, siempre hay que considerarlo como posible Factor Determinante), recurrimos a el cálculo de la media, en base al rango de valores aceptables (suponiendo un rango de temperatura aceptable por motivos de salud, de 24-30ºC, donde 27ºC sería el término medio; este concepto es aplicable a otros factores que estén sujetos un rango de valores conocidos.)
e) Método Extendido:
Este método está relegado a investigadores con tiempo y recursos, así como a grupos de investigación tipo cluster (reparto de tareas entre numerosos miembros que luego se centraliza por la organización, para agilizar el estudio).
Por esta vía se trata de alcanzar el nivel máximo posible de precisión en los Estudios, complicando exponencialmente la labor de diseño del experimento y su ejecución completa (experimentos, recogida de datos y análisis de los mismos).
A grandes rasgos se trata de hacer todos los experimentos independientes que guarden relación directa con el Estudio, partiendo de los Factores Determinantes del Estudio; así, tendremos que estudiar las propiedades de cada Factor Determinante a partir del punto de control; para ello, trabajamos cada Factor Determinante manteniendo el resto de Factores Determinantes en equilibrio o al mínimo (según proceda).
Un ejemplo práctico, si estudiamos determinado fenómeno para el que se estiman Factores Determinantes el ph, la temperatura y la electroconductividad, establecemos el punto de control (ph=7, temp=la menor del rango admitido para el estudio y la electroconductividad al mínimo, 0 ppm), luego empezamos a trabajarlos por separado, manteniendo el resto en equilibrio. Por ejemplo, estudiando los valores 10,20, 50,100,150,200 ppm de la electroconductividad, mientras ph se mantiene a 7 y la temperatura al valor mínimo del rango válido para el estudio. Una vez terminados los distintos experimentos sobre las propiedades de la electroconductividad, la establecemos a 0 ppm otra vez y empezamos con el siguiente Factor Determinante, por ejemplo, la temperatura.
Una vez hemos terminado con las propiedades de cada factor, toca analizar las relaciones entre Factores determinantes, lo que significa complicar otra vez la labor:
Procedemos a estudiar el comportamiento de 2 de los Factores Determinantes, en sus distintos valores, manteniendo el resto de Factores Determinantes en equilibrio.
En nuestro ejemplo práctico, ya tenemos el punto de control (lo que en una metáfora vendría a ser todos a 0), las propiedades de cada uno (todos a 0 menos el que estudiamos), así que partimos de "todos a 0" y los factores a estudiar a "1". Entendemos por 0 el valor mínimo, donde 1 es el siguiente valor empezando por abajo.
Por tanto, ph lo dejamos a 7 (valor neutro = valor mínimo en este caso) y empezamos a estudiar la relación temperatura =24ºC <->EC = 10 ppm, 24ºC <-> 20 ppm, 24ºC <-> 50ppm, 24ºC <-> 100 ppm, 24ºC <-> 150 ppm, 24ºC <-> 200 ppm.
A continuación el siguiente valor, temperatura 25ºC <-> 10 ppm, 25ºC <-> 20 ppm, 25ºC <-> 50 ppm, 25ºC <-> 100 ppm, 25ºC <-> 150 ppm, 25ºC <-> 200 ppm.
Así habremos de continuar hasta llegar a 30ºC (si 30ºC es el máximo aceptado en el Estudio) <-> 200 ppm (el máximo establecido en el Estudio); en este momento habremos estudiados todas las relaciones entre estos 2 Factores y pasaremos a otra pareja que no hayamos estudiado.
Para 1 Estudio con los Factores Determinantes A, B, y C, las relaciones a estudiar serán entre los pares A-B, A-C, B-C.
Una vez concluido el estudio de las relaciones habremos de seguir ascendiendo en la complejidad del modelo, estudiando las relaciones entre el total de Factores Determinantes, siguiendo el modelo de las relaciones entre factores.
Para 1 Estudio con los Factores Determinantes A, B y C, deben estudiarse a la vez los factores A, B y C (A-B-C), modificando 1 sólo Factor en cada nuevo experimento.
Nota: Para aumentar al precisión del estudio sin excluir Factores que puedan incidir en el fenómeno, solos o en combinación de otros; es importante recordar que las reacciones químicas son claves en este sentido, por tanto, no se puede descartar 1 Factor por aparente inocuidad al fenómeno a partir de comparar el punto de control con el comportamiento de las propiedades de este Factor, ni siquiera aunque no obtengamos variaciones por medio de ese Factor en las relaciones con los demás Factores Determinante del Estudio. (Como ejemplo práctico, puede que el gh haya sido descartado por error del Estudio, pues la dureza total de sales influirá de modo determinante en un estudio que implique el seguimiento de la electroconductividad, aunque inicialmente considerásemos que no influía en el fenómeno...).
Para un Estudio completo, en que los Factores catalogados como Inocuos sean tal cosa, todos deben ser sometidos a Estudio y en las conclusiones del mismo será donde se descarten con datos reales.
5) Sacar las conclusiones del Estudio:
El objetivo del Estudio será desvelar el fenómeno, por tanto, habrá que estudiar los datos obtenidos y buscar cambios significativos en el fenómeno estudiado, desarrollando un seguimiento de la evolución del mismo a través de los distintos valores adquiridos por los Factores Determinantes. Sólo así podremos concluir la influencia o inocuidad de los factores estudiados frente al fenómeno.
6) Factores Externos:
Un Factor Externo al Estudio es aquél que escapa al control del Estudio pero que incide en el mismo, generalmente en un porcentaje despreciable (1 - 5%). Si un Factor Externo influye de manera concluyente al Estudio en un porcentaje mayor al 5%, habrá que considerarlo Factor Determinante (generalmente los Factores Externos son factores ambientales; en el caso de estudios genéticos habrá que tenerlos muy en cuenta, pues los factores ambientales inciden en la herencia cuantitativa de las poblaciones.
7) La excepción que rompe la regla:
El objetivo de los Estudios es obtener un patrón de comportamiento de los experimentos, el cual se traducirá en la teoría que genere, junto a la Hipótesis inicial, la regla que rige el fenómeno estudiado.
Esta regla será el sustento de la teoría elaborada, apoyada en los datos del Estudio, pero la eficacia de la regla será previsiblemente del 100%, salvo casos concretos que no se ajusten a la regla. Dichos casos, siempre que no pasen del 1% en relación al resto, son anomalías esperadas consideradas, "excepciones a la regla" elaborada.
Si el porcentaje es mayor al 1% de los casos, habrá que revisar el Estudio, en busca de ajustar la regla que hemos elaborado para calcular el fenómeno.
8) Masificación de datos:
Para dar por válidos los datos recogidos de cada experimento realizado en el Estudio, no basta con realizar dichos experimentos un número simbólico de veces, pues la precisión se haya en la media de valores alcanzados en el experimento y esto implica que, a mayor número de veces se realiza un experimento, mayor será el grado e precisión alcanzado por la media resultante; esto quiere decir, en pocas palabras, que 1000 ejecuciones de 1 experimento darán un media más acorde a la realidad que 3 ejecuciones de la media.
Este punto, junto a la complejidad de un Estudio del fenómeno empleando el Método Extendido, hacen vital la creación de varios grupos de Estudio paralelos, con los cuales agilizar el volumen de trabajo y reproducir el mismo experimento en lugares distintos para tratar de desterrar de la media los factores ambientales.
sábado, 9 de mayo de 2009
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Hormonas, reversión sexual y manipulación genética. |
El presente artículo tiene por objetivo dar respuesta a algunas de las innumerables preguntas en torno a la hormonación de peces, que se extienden por los foros como reflejo de la preocupación suscitada entre aficionados y criadores amateurs. A decir verdad, es tan frecuente encontrar alguna pregunta relacionada en casi cualquier foro de acuariofilia, como infrecuente es encontrar un testimonio en primera persona afirmando haber adquirido a tal criador unos peces que resultaron ser estériles (debido a la hormonación) o en su defecto, que fueron hormonados (difícil de saber si no es por la esterilidad, pruebas de ADN o necropsias, quedando estas 2 últimas fuera del alcance de la mayoría de nosotros).
No trataré de desmentir las sospechas de los aficionados, al contrario, si bien no he encontrado un testimonio que permita señalar a determinado/s criador/es por hormonar sus ejemplares, se hace necesario resaltar que LA HORMONACION DE PECES ORNAMENTALES ES UNA REALIDAD y sus distintas técnicas están muy extendidas entre criadores y piscicultores.
Antes de profundizar en el desarrollo del contenido de este artículo, me gustaría puntualizar algunos detalles que resumen algunas dudas generales en torno a este tema:
-La reversión sexual es biotecnología al alcance de cualquiera y consiste en manipular genéticamente los cruces, las puestas y/o los reproductores, para obtener puestas mono-sexuales (100% machos o 100% hembras), directa o indirectamente.
-Para la reversión sexual y otras manipulaciones genéticas, como la aceleración del crecimiento, la feminización de machos, la masculinización de hembras, la esterilidad de una línea o la creación de supermachos se emplean hormonas, en alguno de los pasos de la creación de éstos (bien sea directamente o a través de sus antecesores).
-El uso de hormonas puede originar esterilidad en los ejemplares hormonados, por diseño del criador, por mala aplicación de las técnicas de hormonado o por efectos secundarios del tratamiento hormonal aplicado.
Como ya comenté antes, estas prácticas están muy extendidas en acuicultura y son empleadas por numerosos criadores.
Sobre las hormonas y las técnicas de manipulación cromosómica
Existen diversas hormonas y técnicas de manipulación cromosómica crecimiento, de las que destacaré 2 grupos principales de hormonas en base a su uso final y al objetivo del este artículo: las hormonas para aceleración del crecimiento y las hormonas para la manipulación sexual, bien sea por acción directa por efecto indirecto.
Aceleración del crecimiento:
El uso de hormonas para acelerar el proceso de crecimiento de los peces es algo habitual en piscicultura, donde los peces son destinados a consumo y prima la constitución del pez (talla y peso) para satisfacer la demanda del mercado. En estos cultivos para consumo no prima el desarrollo interno del pez (siempre que este subdesarrollo no implique la muerte, motivo este por el cuál no importa en estos cultivos si un porcentaje de ejemplares no desarrolla órganos sexuales por culpa del hormonado, quedando estériles; este sistema es empleado también como medida de choque en la cría de peces con rápido desarrollo de los órganos sexuales, para evitar “cruces de alto riesgo” por una constitución débil. (tilapias, poecílidos, anabántidos,…).
Como conclusión, señalar que las técnicas de hormonación enfocadas a la aceleración del crecimiento pueden causar esterilidad en toda o parte de la puesta.
Manipulación sexual:
La manipulación sexual está bastante extendida en piscicultura, acuicultura y biología, llegando a estar presente en criaderos ornamentales para producir determinados especimenes. Dentro de la manipulación sexual destacaré la reversión sexual, los super-reproductores y la triploidía.(la manipulación cromosómica se extiende evidentemente hasta la pigmentación, las aletas, el tamaño y otros aspectos de la morfología de los ejemplares tratados o sus descendientes, pero estos temas se salen del objetivo del artículo y no poseo datos veraces sobre ello).
La aplicación de tratamientos hormonales pueden derivar en secuelas genéticas o físicas para los ejemplares, si bien cada técnica y su hormona relacionada conlleva sus propios riesgos, lo que implica que un tratamiento hormonal no aplica una secuela sin remedio (como la esterilidad), pero entraña un riesgo “generalmente documentado” de sufrirla.
.- Reversión sexual
La reversión sexual es una técnica centrada en invertir el sexo de los peces (en nuestro caso); estas técnicas se apoyan, generalmente, en hormonas como los estrógenos, ginógenos y andrógenos. Podemos diferenciar 2 tipos de variantes de esta técnica en base al resultado buscado, donde cada una se subdividirá por el tipo de hormona empleada y el método de aplicación del tratamiento: 

La diferencia entre un tratamiento hormonal directo y uno indirecto es, fundamentalmente, sobre qué ejemplares aplicamos el tratamiento hormonal (pues serán los principales afectados en caso de mal uso de las técnicas); si el criador emplea los tratamientos para producir reproductores, los descendientes no tendrán secuelas de esterilidad (por ejemplo) pues el riesgo se corrió con los reproductores. Si por el contrario, aplicamos la técnica sobre una puesta para producir 100% machos (muy típico para abastecer a algunas tiendas y distribuidores no demasiado partidarios de la compra de hembras (como en el caso del betta splendens, en el que es bastante frecuente que los intermediarios sólo quieran adquirir machos, o, en su defecto, un elevadísimo porcentaje de machos en el total adquirido.
El caso típico de tratamiento hormonal directo es la feminización de un macho(XY), para transformar su fenotipo a hembra, manteniendo su genotipo de macho(XY), de este modo hacer un cruce con un macho normal(XY) obtenemos 25% hembras(XX),50%machos normales(XY) y 25% Super-machos(YY), que son producto de un tratamiento hormonal indirecto, pues fueron sus padres los hormonados.[La referencia a los Super-machos está en el siguiente apartado]
También otro caso típico es la masculinización de toda la puesta, induciéndoles a adquirir fenotipo de macho, obteniendo 25% machos con genotipo de macho(XY), 75% de machos con genotipo de hembra(XX).
Hay constancia de la inversión de resultados en caso de mala aplicación de las técnicas, así como hay constancia de la generación de secuelas e incluso la inducción a la muerte por el mal uso de los tratamientos hormonales y las hormonas.
.- Super-reproductores
Los super-reproductores son empleados para la producción de puestas mono-sexuales de machos (100% machos (XY)) y no para obtener machos de fenotipo (que incluyen machos (XX) de genotipo), sin la aplicación de tratamientos hormonales directos sobre la puesta. Así, un super-macho (YY) al cruzarse con una hembra normal (XX) producirá 100% machos de fenotipo y genotipo (XY).
Si cruzamos un super-macho (YY) con un macho feminizado (XY), obtenemos 50% machos normales (XY) y 50% super-machos (YY).
Esta última combinación es teoría y no tengo datos de ello. Si feminizamos un super-macho (YY) obtenemos una hembra funcional (YY), si le hacemos 1 cruce con un super-macho (YY), obtendremos 100% super-machos (YY).
.- Triploidía
El objetivo de la Triploidía es producir peces estériles, siendo la técnica más extendida la aplicación de choques térmicos o de presión e incluso atacantes químicos menos eficaces sobre los huevos fecundados.
Con esta técnica se impide que el 2º cropúsculo polar abandone el óvulo, así el óvulo queda con núcleo haploide (del espermatozoide), otro núcleo haploide procedente del óvulo y un tercer núcleo haploide del 2º cropúsculo polar. La fusión de estos 3 núcleos haploides dará origen a un cigoto triploide que se converirá en un pez estéril.
Muy empleado para control de poblaciones invasoras, especies exóticas, para peces que llegan a la madurez sexual antes de su talla comercial, por criadores que quieren vetar la producción de sus líneas de cría, etc.
Bibliografía
Triploidía en trucha arcoiris (Oncorhynchus mykiss)
Hermes Pineda Santis1, Biol; Jorge E Jaramillo Pino2, Zoot ; Diego M Echeverri Echeverri2, Zoot ;
Martha Olivera Angel1,2 MV, Dr Sci Agr.
1Grupo de Fisiología y Biotecnología de la Reproducción – Corporación Biogénesis.
2Facultad de Ciencias Agrarias, Universidad de Antioquia, AA
Desempenho inicial e digestibilidade aparente de nutrientes de diferentes inhagens de tilápia do nilo (Oreochromis niloticus)
Leonardo Tachibana, universidade estadual paulista, centro de aqüicultura campus jaboticabal.
Evolución del ADN satélite y estudios cromosómicos en la familia sparidae (pisces). Manuel Angel Garrido Ramos
Año: 1994
Universidad: granada
Centro de lectura: ciencias
Centro de realización: departamento de Genética, programa de doctorado: genética y diferenciación celular.
Producción de machos en Betta splendens utilizando reversión sexual y shock térmico
Alberto Alvarez Andrade, Red Mundial de Científicos Peruanos.
Historia y avances del cultivo de pescado blanco
Instituto nacional de la pesca, Mexico, departamento general de investigación en acuacultura
Poliploidía y Acuicultura
Faustino Rodríguez Romero
Instituto de Ciencias del Mar y Limnología. Universidad Nacional Autónoma de México (México)
Estudio preliminar de la reversión sexual inducida en hembras
Espada adultas Xiphophorus helleri, por tratamiento con Reversarina
Johanna Chávez Hernández, Paola Moreno Núñez, Hernán Hurtado Giraldo
Laboratorios de Histoembriología y Acuicultura, Grupo de Ictiología, Programa de Biología
Aplicada, Facultad de Ciencias, Universidad Militar Nueva Granada, Bogotá (Colombia)
Sobre induccion final de maduracion, ovulacion y espermiacion en peces cultivados
(J.E. Vinatea) , http://www.fao.org/docrep/field/003/AB491S/AB491S02.htm
Parámetros Morfométricos de Interés Comercial en Trucha Arcoiris Triploide, Oncorhynchus mykiss
Luis A. Pérez Carrasco, David J. Penman y Niall Bromage
Grupo de Investigación en Genética y Reproducción
Institute of Aquaculture, University of Stirling
Stirling FK9 4LA, Escocia (Reino Unido, Unión Europea)
Si quieres acceder a un formato mas ordenado del contenido, te ofrezco la versión en pdf: Descargar
miércoles, 6 de mayo de 2009
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Estudio del Sex Ratio en Bettas |
Los compañeros de ibc españa (Spanish Betta Breeder) llevan algun tiempo preparando un proyecto "comunitario" entre aficionados.
el proyecto es algo sencillo, al alcance de cualquier aficionado, por poco que sea su nivel de conocimientos en bettas.
consiste en recabar datos de las puestas de los aficionados en la red, distribuidos en distintos grupos que se organizaran en base a parametros basicos como ph, temperatura, aditivos, alimentacion, etc. De este modo, los compañeros esperan hacer un estudio masivo de los resultados de las puestas, analizarlos por los distintos grupos y finalmente establecer una conclusion sólida al respecto.
los metodos de trabajo seran comunes a los grupos, los datos relativos a cada grupo, asi como las hojas de seguimiento seran sencillas, cortas y se facilitaran a los participantes por los organizadores del estudio.
la conclusion final del estudio, asi como los datos (nick y/o nombre) de los participantes se publicaran en un magazine especializado en bettas y en otros medios de difusion relacionados con el mundo del betta.
para todos aquellos que quieren colaborar en el fomento de la aficion, para quienes quieren investigar y no saben cómo o qué hacer, para quienes querais participar en un proyecto a nivel mundial en beneficio de la aficion, llego el momento de remangarse...
para participar, ir apuntandose por este post.
requisitos:
-1 pareja de bettas para cruzar
-espacio para sacar la puesta
en cuanto al tiempo para poder participar, decir que no existe una fecha comun de inicio de participacion ni numero limite de cruces aportados.
se trata de recabar la mayor catidad de datos de distintas fuentes con un patron comun, asi sacar un estudio veraz del sex ratio.
para aclarar las dudas de algun compañero, el sex ratio es el indice de machos y hembras alcanzados en la descendencia, con lo que se trata de hacer cruces en las condiciones asignadas a cada grupo, para estudiar la influencia de determinados factores en el sex ratio.
sabemos de varias tecnicas que suelen incidir a favor de hembras o machos, pero se pretende verificarlo con datos masivos, buscando la mayor exactitud.
utilidad de este estudio: la utilidad es tan simple como controlar el sexo de las puestas, si no en su mayoria, si incidir a favor del que queramos para que sea el mas presente en el sex ratio.
valor cientifico: despreciando la evidente desigualdad tecnica, este estudio es materia de alto interes en la comunidad bettera, en la comunidad cientifica y muestra de ello, son los numerosos trabajos al respecto por parte de biologos, universidades, ictiologos,... en muchas especies, siendo el betta el gran olvidado, pues a dia de hoy disponemos de pocos trabajos al respecto y muy limitados en cuanto a los factores estudiados (casi siempre centrados en 1 o 2 valores a estudiar)
yo no organizo el estudio, colaboro, el estudio como decia, lo hacen los compañeros de ibc españa (sbb).
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Reproducción del Betta Splendens |
Para afrontar la reproducción del Betta Splendens hay que tener presentes varios puntos significativos, como los reproductores, los acuarios, la alimentación y las condiciones del agua. Es necesario mantener estos factores bien conjugados para tener éxito en la preparación, reproducción y recuperación de los adultos, así como en la manutención de los alevines.
Preparación de los acuarios o recipientes
Antes de comenzar con la reproducción hay que tener presente que se requerirá un espacio extra para todo el entramado que implica la reproducción de los Bettas. Se pueden mantener a los reproductores en recipientes de al menos 10x10x20 cm (dentro o fuera del acuario de reproducción), antes y después de la puesta, pero ha de tenerse en cuenta que lo ideal es que tengan espacio para nadar con libertad. Lo aconsejable es preparar un tanque aparte para la reproducción de por lo menos 60 litros, para prevenir el alojamiento de los alevines en sus primeras etapas de vida tras finalizar la reproducción de adultos y puesta de huevos. Pasados 2 meses de vida aproximadamente, habrá que realojar a los machos en recipientes separados (conocidos como betteras) similares a los recipientes para reproductores pero organizados en mayor número (la puesta de una pareja de Bettas proporciona del orden de 100-300 huevos de media), pudiendo alojar a las hembras en acuarios comunitarios. La razón de esta separación de machos entre los nuevos ejemplares es que empieza a aflorar su instinto territorial y a partir de esta etapa empezarán a perfilarse peleas que deteriorarán a los ejemplares y que desembocaran en combates a muerte.
Para simplificar este apartado procurare enumerar el grupo de acuarios y recipientes mínimos para sacar adelante una puesta de Bettas, además de sus condiciones requeridas.
Para los reproductores lo ideal es tener un acuario (o recipiente, lo ideal es 10 litros por ejemplar) en que colocar a cada uno, permitiéndoles recuperarse por separado y evitando así nuevas embestidas de los machos, o la acumulación de estrés en ambos.
Para la puesta, mantenimiento de los alevines hasta los 2 meses y pasado este periodo para el mantenimiento de las nuevas hembras, lo ideal es disponer de un tanque de 60-100 litros, sin necesidad de crear separaciones internas.
Para el mantenimiento de los machos tras los 2 meses de vida, lo ideal es crear separaciones internas de al menos 10x10x20 cm en acuarios de 60-100 litros, aunque se puede recurrir a diversos métodos como hileras de botellas o vasos de 1 litro, acuarios con separaciones interiores agrupadas en una estructura y dispuestas en la parte superior de estos acuarios (permitiendo mantener hembras de mas de 2 meses junto a alevines menores de 2 meses en la parte inferior sin separaciones y machos de mas de 2 meses en la estructura de separaciones situada arriba).
La preparación y recuperación de los reproductores
Tanto para preparar la reproducción de los ejemplares como para hacerles la recuperación tras dicha reproducción es necesario tener a los ejemplares bien alimentados. Se les puede preparar durante varios días, no menos de 3, alimentándoles 5 veces al día con distintos tipos de comida, procurando abastecerles de proteínas y comida viva, los complementos de vitaminas suelen ser una opción a tener en cuenta a la hora de reforzar la estimulación de los reproductores para la puesta.
El Betta Splendens prefiere las temperaturas agrupadas entre 27-30ºC para iniciar el cortejo y posterior reproducción, lo que en la naturaleza sería ideal para mantener a sus alevines vivos. Los reproductores pueden no decidirse si los niveles de nitritos (no2) o nitratos (no3) no son los mínimos, aparte de ser un riesgo para la puesta. Se requiere un ambiente preferiblemente húmedo, sobre todo a partir del inicio de la puesta para mantener los huevos y alevines en condiciones favorables.
Durante el cortejo y la reproducción, la o las hembra/s implicadas resultarán agredidas por el macho con el riesgo de que alguna muera durante el mismo; es importante el uso de acondicionadores (destacar el aloe vera) y sales cicatrizantes (como ektozon) para fomentar la recuperación de los ejemplares, acelerando el crecimiento de aletas dañadas o el cierre de heridas expuestas a infecciones bacterianas.
Puede colocarse a las hembras en frascos trasparentes colocados en esquinas distintas (preferiblemente opuestas), permitiendo al macho elegir; cuando este se haya decantado por un, haciendo el nido de burbujas junto a ella, retiramos a las demás hembras y liberamos a la elegida para que empiece el cortejo. Resaltar la importancia de plantas como el helecho de sumatra, riccia fluitants, lemma minor, elodeas(egeria) y otras mucha plantas por su labor para mantener el agua en condiciones y permitir la fijación del nido de burbujas.
Como suplemento para la creación del nido de burbujas suele utilizarse un isopor, que es un vaso de corcho (para café, helado,..) que se parte por la mitad en sentido vertical, dejando 2 mitades iguales; se coloca una de las mitades en el acuario, calzada entre alguna esquina y una planta para evitar desplazamientos. El macho no debería tardar en ir a investigar el nido artificial y apoderarse de él, para hacer burbujas en su interior en el momento en que esté listo para la reproducción; a partir de este momento el emparejamiento debería ser cuestión de horas o un día.
La edad adecuada para comenzar a reproducirlos está entre los 9 y 12 meses. Cuando se observe que las hembras han madurado los ovarios (lo que es visible por la aparición del poro urogenital, que es un diminuto botoncito blanquecino detrás del conducto anal).
Condiciones del medio y equipo necesario para las etapas de la puesta
Las condiciones del medio para la reproducción del Betta debe ser preferiblemente baja en nitritos y nitratos, por lo que es recomendable hacer un cambio total del agua del acuario para reproductores, renovándola con agua declorada hasta los 5-8 cm de altura; esta poca profundidad favorecerá el ahorro de energía del macho cuando este cuidando de los huevos o alevines (estará varios días sin comer, sólo pendiente de subir al nido da burbujas cada huevo o alevín que caiga al fondo), además de suponer un salvavidas para los alevines que se cansan enseguida. A medida que pasen las primeras semanas iremos subiendo el nivel del agua progresivamente y siempre en distintas ocasiones.
La temperatura puede oscilar entre 27 y 30ºC, aunque algunos criadores prefieren mantener las puestas a 29ºC; otro factor importante es la humedad del ambiente que favorece la reproducción y es necesaria para asegurar que los alevines desarrollen el órgano laberinto, en la 2ª-3ª semana de vida (de no desarrollarlo morirán con toda seguridad). Un modo de mantener unos grados de calor y humedad de manera constante es tapar el acuario con su tapa, colocando un paño que cubra la totalidad de ésta (hay que tener en cuenta que por la noche las temperaturas bajan unos grados).
Dependiendo de la estación del año y las temperaturas locales se utilizará o no el calentador, siendo recomendable (en caso de estación calurosa y no usar filtro) el uso de aislantes para retener el calor en el acuario y complementar con algún tipo de calefacción por la noche.
La filtración hay que distribuirla según las etapas; durante el cortejo y reproducción es bueno tener filtración (con caudal lento para no agitar la superficie ni crear corrientes de agua), pero una vez iniciada la puesta de huevos habrá que detener el filtro para evitar acabar con los alevines. Para evitar saturaciones en el agua se puede recurrir a plantas como las anteriormente citadas para purificar y oxigenar el agua, además podemos hacer sifonados del fondo periódicamente y con prudencia, para eliminar restos orgánicos en descomposición y sustituir parte del agua (para esta última labor de limpieza es recomendable utilizar mangueras de aireador (5 mm) o proteger la toma de agua con esponja fina, evitando absorber alevines pero dejando en el acuario lo restos orgánicos(con el peligro que eso entraña)).
La reproducción
Al contrario de lo que se piensa, el Betta no reconoce el sexo de otro Betta a simple vista sino que observa las contestaciones o reacciones del contrario a su danza de cortejo; un Betta puede estar son las aletas plegadas y casi sin color (grisáceo) pero en el instante en que aparezca en el acuario otro Betta más vistoso que el 1º, viéndose las caras, desplegarán sus aletas al máximo para mostrar su esplendor. La coloración también sufre esta “explosión” en la exhibición personal del Betta en la danza del cortejo, en la que se procura sacar el máximo efecto de cada mancha brillante de color y de cada radio irisado de las magníficas aletas. Ante la presencia de un macho elegante la hembra abate las aletas, dejándolas plegadas; si no quiere aparearse con el macho escapará para no resultar mal herida por las embestidas del macho (Los combatientes se atacan a puñaladas y no a mordiscos. El pez aparta las mandíbulas lo necesario para que todos sus dientes se dirijan hacia delante, y en esta posición se lanza sobre el costado de su adversario con toda la sorprendente fuerza de su musculoso cuerpo). Si quiere aparearse con el macho se aproxima él de manera especial, suave, «tímida», o sea, con una actitud corporal que constituye precisamente la opuesta de la jactanciosa del macho. Y entonces empieza la ceremonia del amor.
El nido del combatiente consiste en un montón de burbujas de aire, estrechamente adheridas entre sí y que forman un saliente sobre el nivel del agua, recubierto de tenaz saliva y muy resistente. Mientras lo construye, el macho luce sus colores más bellos, que aun ganan en fuerza y luminosidad cuando se aproxima una hembra. Rápidamente, el macho se precipita hacia ella y se detiene radiante. Si la hembra está dispuesta a seguir la llamada de la Naturaleza, lo manifiesta adoptando una coloración determinada, con franjas pálidas transversales irregulares.
Manteniendo las aletas estrechamente plegadas, la hembra nada con lentitud hacia el macho, que extiende tembloroso todas las aletas, casi hasta desgarrarlas, y se coloca siempre de manera que ofrezca a la cortejada el maravilloso espectáculo de uno de sus costados. Un momento después, el macho nada en dirección al nido con un amplio y gracioso movimiento.
La hembra es atraída hasta debajo del nido de espuma. Entonces se inicia una danza de apareamiento; el macho debe siempre mostrar a su dama su magnífico flanco, y la dama debe mantenerse constantemente en ángulo recto con él. El macho nunca debe ver el costado de ella, pues de ocurrir así, el comportamiento de él sería grosero, poco caballeresco y hasta maligno, ya que en estos peces, lo mismo que en otras especies, el mostrarse de costado es
señal de virilidad dispuesta a la lucha, e instantáneamente despierta en cualquier macho un cambio absoluto de talante: el amor más sublime da paso al odio más salvaje.
La reproducción puede prepararse de varios modos, siendo 3 los más comunes:
a) Se colocan varias hembras en un acuario bien plantado y decorado, a la espera de que se emparejen para retirar a las demás hembras.
b) Se coloca una maternidad o separación transparente en medio del acuario para la reproducción, a un lado el macho y al otro la hembra. Llegados a este punto y antes de continuar destacar que hay 2 variantes para este método; el método clásico y el método “de la rendija”.
El método clásico implica dejar que se vean a través de la maternidad hasta que ambos hagan burbujas en ésta, momento en que se retira la maternidad con cuidado y empieza el cortejo.
El método de la rendija es similar al método clásico pero se deja una rendija suficiente para dejar pasar a la hembra pero no para que pase el macho, como resultado la hembra acudirá a la parte del macho cuando quiera y se retirará cuando este la acose demasiado. Finalmente, cuando la hembra esté lista pasará al lado del macho para meterse en el nido y empezar los abrazos de la reproducción.
c) Se coloca al macho en el acuario de reproducción, se colocan a las hembras en botes transparentes y se colocan en esquinas distintas (preferiblemente opuestas), cuando el macho elija una comenzará el nido de burbujas cerca de ella, este será el momento para retirar a las demás hembras y liberar a la hembra seleccionada por el macho, dejando que comience el cortejo.
Como ya se comentó antes, el cortejo es básicamente una persecución a las hembras por parte del macho, descargando ataques contra ellas que les dañarán las aletas e incluso pueden causarles la muerte, en un intento violento de atraerlas hacia el nido para la reproducción.
Una vez que la hembra se decide por la reproducción se mete en el nido para comenzar; durante la reproducción, el macho abraza a la hembra envolviéndola con su cuerpo plegado con el objeto de fecundarla. Cada vez que sea fecundada, la hembra expulsará racimos de huevos blancos que el macho bajará a recoger con la boca, para depositarlos entre las burbujas del nido envueltos a su vez en burbujas nuevas.
Una vez terminada la puesta, que puede durar varias horas, se retira a la hembra para evitar ataques del macho o que se coma los huevos recién depositados. A partir de este momento, si el macho se comporta como buen progenitor, el macho se encarga de recoger a los huevos y luego a los alevines, para devolverlos al nido de burbujas. Si el macho se comporta como buen progenitor, se le retira cuando los alevines empiecen a nadar horizontalmente (durante los primeros días nada en vertical y se cansan rápido) para evitar que se estrese y se los coma. Si se da el caso de ser un mal progenitor( no cuida el nido o se come a sus descendientes), se retira al macho y se plantean 2 opciones:
a) Se coloca a la madre y si se hace cargo de la puesta como debiera haber hecho el macho, se la deja hasta que los alevines empiecen a nadar horizontalmente.
b) Si la madre tampoco se hace cargo de la puesta, siempre se puede recurrir a recoger los huevos con una jeringuilla para depositarlos con cuidado en el nido de burbujas.
Manteniendo la puesta
Entre el primer y segundo día de iniciarse la puesta empezarán a eclosionar los huevos, dejando paso a los alevines; en el momento de la eclosión, los alevines disponen aún de reservas energéticas de la madre y pueden estar unos días sin alimentarse (aunque es arriesgado y desaconsejable). Los primeros 4 días comerán infusorios (naturales o comerciales, aunque algunos criadores se decantan por los naturales por estimular mejor el desarrollo y economizar en los gastos de alimentación con cultivos fáciles de mantener en casa), a partir de este día podrán recibir naupilos de artemia recién eclosionados para enriquecer la dieta y estimular su desarrollo. Cuando los alevines tienen 20 días aproximadamente, comenzarán a comer una gran variedad de alimentos.
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Tu Betta y el Oxígeno |
El betta splendens, al igual que el resto de peces, posee branquias para la adición de Oxígeno al torrente sanguíneo a través del medio líquido natural (el agua); como el resto de anabántidos, posee un órgano auxiliar llamado laberinto y situado en la parte superior de la cabeza, gracias al cual es capaz de realizar 2 funciones vitales en la vida del betta (imprescindibles para su supervivencia y para completar su ciclo vital, en su entorno natural): la adición de Oxígeno al torrente sanguíneo para aumentar la proporción de éste y facilitar una mezcla en su organismo, producto del medio líquido y el gaseoso, con la finalidad de producir una espuma adherente oxigenada provista de agentes bactericidas; esta espuma es la materia prima para crear y formar los nidos de burbujas que protegerán las puestas de descendientes.
Es muy frecuente encontrar información sobre la relación betta-laberinto, peor resulta igualmente frecuente que esta información termine por confundir al lector (y a más de un criador….como comentaré más adelante); trataré de explicarme lo más brevemente posible (que ya es decir…).
Cuando accedemos a la información sobre el laberinto del betta descubrimos que es un órgano para tomar Oxígeno del aire; esta información es del todo cierta, pero requiere un matiz: El laberinto ayuda a aumentar el nivel de Oxígeno en el torrente sanguíneo, pero no es capaz de abastecer al organismo del betta de todo el oxígeno que demanda éste para realizar sus funciones vitales, por tanto, el laberinto es un órgano auxiliar, y no principal, para la respiración del betta. Está compuesto de muchas laminillas de grosor muy fino, con mucho riego sanguíneo y por las que toman el Oxígeno para mezclar en el organismo.
A pesar de no ser el órgano principal para la respiración si que es de suma importancia, pues tanto en su entorno natural como en cautividad (por lo general en acuarios o recipientes desprovistos de aireador) es vital para enriquecer la mezcla de Oxígeno de la sangre empleando el del medio gaseoso y para compensar los niveles de CO2.
Un ejemplo real de que el laberinto es un órgano auxiliar y no principal. Cuando, tras permanecer fuera del agua durante demasiado tiempo, un betta es recuperado al medio líquido a tiempo, pero agonizante. Lo reintroducimos en el acuario y (si estaba agonizando) veremos como va al fondo domo un plomo, luego empezará con un comportamiento espasmódico (comportamiento rampante), pasado unos minutos (si hay mucha suerte y el agua está bien oxigenada) puede que se recupere, empezará a abandonar el comportamiento rampante, para mantenerse estable en la superficie (visiblemente débil).Con toda probabilidad morirá antes e 24 horas y posiblemente muestre manchas oscuras en su piel (hemorragias internas).
Por tanto:-si al reintroducir el betta en el acuario éste se repone, no debería morir deshidratado en 24 horas (vive en un medio super-hidratado, el agua).-Si planteamos la opción de falta de movimiento (como pasa con tiburones y otros animales marinos), o por sus consecuencias, no es probable que aparezcan hemorragias internas.-La insuficiencia de abastecimiento de Oxígeno por culpa del sobreesfuerzo y la poca capacidad del laberinto (recordemos que es casi imperceptible a nuestra vista, por tanto pequeño)…..sería posible si verdaderamente fuese el único órgano respiratorio, pero también le pasaría cada vez que se pelease, se aparease, se estresase,……vamos que es ilógico pensar en un órgano de tan poca capacidad como órgano principal de respiración.
La explicación biológica: Ante el corte del suministro de Oxígeno el cerebro baja el ritmo cardiaco y empieza a “desconectar” órganos para reservarse el Oxígeno disponible (tratando de asegurar la supervivencia de la esencia del individuo, su intelecto y su conciencia, sin los que el cuerpo no funcionaría o perdería su identidad individual). Este corte llegará a afectar a diversas partes del cerebro si se prolonga el corte de Oxígeno, hasta que finalmente muere el cerebro (muerte cerebral), unos minutos después del corazón (parada cardiaca, precedida de parada respiratoria).Si cuando recuperamos al betta agonizante, ha entrado en la fase de desconexión de órganos, cuantos más órganos hayan sido desconectados mayor el peligro de muerte, además hay que tener en cuenta que el momento de quedarse sin Oxígeno y ser desconectados los órganos empiezan a deteriorarse y eso se traduce en daños irreversibles…….por lo general, desembocan en shocks internos y hemorragias, para finalmente originar la muerte al ejemplar afectado.
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